原代细胞转染效率低的主要原因有两个：第一，原代细胞具有低的分裂速率和有限的寿命，转染后很难达到足够的细胞数；第二，原代细胞的细胞膜和细胞壁的不规则结构，使得DNA或RNA的传递与吸附效率很低 。因此，针对不同类型的原代细胞，需要选择适当的转染 *** ，并进行一系列的优化，如改善细胞密度、降低细胞应力、提高DNA浓度以及优化转染剂的浓度等，来提高原代细胞的转染效率 。
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为什么原代培养的细胞难转染？适合原代细胞转染的 *** 有哪些？对原代培养的细胞，可以采用一下 *** ：
非病毒载体，选择比较好的转染试剂，推荐QIAGEN的superfect转染试剂，对原代细胞还可以 。
采用电转 。理论上任何细胞都可以通过电转，不足之处：需要电转仪器，缓冲液非常有讲究，不同细胞条件要自己摸索，细胞电转后，状态很不好 。
DEAE-葡聚糖：这是早在1965年出现的转染 ***。带正电的DEAE-葡聚糖或polybrene多聚体可以结合带负电的DNA分子，使得DNA复合物结合在带负电的细胞表面 。通过使用DMSO或甘油获得的渗透休克，也可能是细胞内吞作用使得DNA复合体进入细胞 。DEAE-葡聚糖仅限于瞬时转染，可重复性好，转染时要除掉血清 。
磷酸钙共沉淀转染：最早在1973年开始采用 。氯化钙+DNA+磷酸缓冲液按一定的比例混和，形成极小的磷酸钙-DNA复合物沉淀黏附在细胞膜表面，借助内吞作用进入细胞质 。沉淀颗粒的大小和质量对于转染的成功至关重要，pH值、钙离子浓度、DNA浓度、沉淀反应时间、细胞孵育时间乃至各组分加入顺序和混合的方式都可能对结果产生影响，重复性不佳 。此法较易得到稳定转染，但转染原代细胞比较困难 。
电穿孔法：通过短暂的高电场电脉冲处理细胞，沿细胞膜的电压差异会导致细胞膜的暂时穿孔 。DNA被认为是穿过孔扩散到细胞内的 。电脉冲和场强的优化对于成功的转染非常重要，因为过高的场强和过长的电脉冲时间会不可逆地伤害细胞膜而裂解细胞 。理论上说电穿孔法可用于各种细胞，且不需要另外采购特殊试剂，但需要昂贵的电转仪 。此法每次转染需要更多的细胞和DNA，因为细胞的死亡率高 。每种细胞电转的条件都需要进行多次优化 。
脂质体法：中性脂质体是利用脂质膜包裹DNA，借助脂质膜将DNA导入细胞膜内 。带正电的阳离子脂质体则不同，DNA并没有预先包埋在脂质体中，而是带负电的DNA自动结合到带正电的脂质体上，形成DNA-阳离子脂质体复合物，从而吸附到带负电的细胞膜表面，经过内吞被导入细胞 。脂质体法始于1987年，此法的出现使得转染效率、转染的稳定性和可重复性大大提高 。阳离子脂质体细胞毒性相对较高，对不同的细胞可能会干扰细胞的代谢 。
非脂质体的脂质：新一代的脂质体技术，其与DNA结合形成胶束结构而非简单的双层膜结构，使DNA的传递更有效且细胞毒性明显降低 。
活化的树状聚合物：该聚合物的高度树状分枝形成球形结构，借助每个球体无数活化的氨基末端凝聚在DNA上形成较为致密的结构，并吸附在细胞膜上，经内吞进入细胞 。活化的氨基可以调节胞内溶酶体pH值，抑制降解活性，使DNA稳定存在 。转染效率高，毒性低，可重复性好 。血清的存在能显著提高转染效率 。
病毒介导的感染：感染需要将目的基因克隆到特定的病毒体系中，经过包装细胞的包装得到改造后的病毒，再进行感染 。优点是转染效率特别高，尤其是难以转染的原代细胞、活体细胞 。
好是专业的问题！
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